Quais são as causas da murcha e da morte de árvores no campo? A translocação de água e nutrientes absorvidos pelas raízes é um processo fisiológico essencial para o desenvolvimento das plantas. Quando há falta de água no solo ou a sua translocação é interrompida, a planta murcha e pode morrer, dependendo de sua intensidade e duração. Sintomas de murcha e morte de plantas de eucalipto no campo podem ser resultantes de causas abióticas (não patogênicas) ou bióticas (patogênicas).

As primeiras incluem déficit hídrico, malformação radicular (enovelamento e estrangulamento), alta concentração salina no solo e temperaturas excessivamente altas. Por exemplo, a murcha temporária das plantas que ocorre nas horas mais quentes do dia e a recuperação da turgescência nas horas de temperaturas mais baixas são típicas da falta de água no solo e não têm nenhuma relação patogênica, ou seja, são de origem abiótica. Nesse caso, a planta morre se não houver reposição de água em quantidade e em tempo hábil para satisfazer suas exigências hídricas e nutricionais.

Entretanto patógenos que infectam o sistema radicular ou que colonizam e lesionam os tecidos vasculares do xilema induzem sintomas de murcha, o que quase sempre culmina na morte da planta, ou seja, são doenças letais, mesmo havendo disponibilidade de água no solo.
 

Quais são os agentes causais das murchas vasculares e quais são seus impactos na eucaliptocultura? Atualmente, na cultura do eucalipto, as doenças bióticas vasculares são causadas pelo fungo Ceratocystis fimbriata (murcha-de-ceratocystis) ou pelas bactérias fitopatogênicas Ralstonia solanacearum (murcha-bacteriana ou murcha-de-ralstonia) e Erwinia psidii (seca-de-ponteiros ou murcha-de-erwinia). Todos esses patógenos são habitantes naturais do solo, mas a presença e a quantidade de inóculo nos locais de plantio capazes de causar doença variam de região para região e de acordo com a cultura ou a vegetação preexistente.

São, portanto, microrganismos fitopatogênicos que, na ausência da planta hospedeira, podem sobreviver como saprófitos no solo e/ou nos restos culturais e, eventualmente, infectar e causar doença, dependendo de sua capacidade patogênica e da suscetibilidade do hospedeiro. No entanto, em muitos casos, esses patógenos são disseminados por mudas contaminadas, aparentemente sadias, produzidas nos viveiros, ou seja, o patógeno em uma muda infectada aparentemente sadia, ao encontrar no campo condições de temperatura e de umidade favoráveis à sua multiplicação, pode causar doença e matar a planta ou reduzir significativamente seu crescimento.

Além da diminuição de crescimento e de produção, a madeira de árvores infectadas apresenta maior teor de extrativos e de lignina, o que requer maior concentração de produtos químicos para o cozimento e o branqueamento da polpa celulósica, resultando em menor rendimento de celulose. Resultados de pesquisa publicados em revistas científicas de alto impacto indicaram que essas epidemias podem resultar em prejuízos de milhões de dólares, ou seja, a doença vascular pode ser comparada com uma “bomba-relógio de efeito retardado” e causar danos econômicos elevados na produção florestal. 
 

Como detectar e identificar os patógenos vasculares? A análise patológica, realizada por meio de cortes e observações macroscópicas e microscópicas dos tecidos da planta, constitui o primeiro passo para detectar esses patógenos em árvores, minicepas ou mudas. Todos esses patógenos causam lesões na planta, que podem ser evidenciadas pelo escurecimento dos tecidos internos do lenho. As murchas induzidas pelas bactérias (Ralstonia ou Erwinia) são diferenciadas das incitadas pelo fungo Ceratocystis fimbriata por meio da exsudação macroscópica ou microscópica de pus.

Se não houver exsudação de pus, procede-se ao cultivo do fungo a partir de fragmentos de tecidos infectados, mantidos entre dois discos de cenoura (“sanduíche”) e incubados em laboratório. Cerca de 7 a 10 dias após, estruturas do fungo podem ser observadas ao microscópico. Entretanto, se houver exsudação de pus, a doença é de origem bacteriana, cuja identificação do agente etiológico pode ser feita por meio de análises de DNA ou de testes sorológicos (Elisa), empregando-se anticorpos específicos. Enquanto as análises de DNA por Polymerase Chain Reaction (PCR), ou sequenciamento de regiões gênicas específicas, requerem isolamento e cultivo da bactéria, a identificação sorológica é realizada diretamente no tecido infectado.

Embora sejam relativamente caros, há no mercado kits diagnósticos sorológicos importados para detecção de patógenos de várias culturas agronômicas, incluindo R. solanacearum. Para diminuir os custos das análises e aumentar a precisão do diagnóstico (patologia de precisão), é fundamental desenvolver kits nacionais, o que requer investimentos em pesquisa e dedicação de profissionais qualificados e motivados.
 

Origem das infecções e minimização de perdas pelas doenças vasculares: Para mitigar as perdas causadas por essas doenças, é fundamental plantar mudas sadias e, preferencialmente, resistentes (clones ou mudas seminais). Em viveiros, esses patógenos originam-se, principalmente, a partir do resgate de matrizes-elite no campo, ou seja, mudas contaminadas (macroestacas) de material suscetível, produzidas a partir de brotações e colhidas de árvores infectadas e assintomáticas, constituem a principal fonte de inóculo desses patógenos para as matrizes ou minicepas estabelecidas em minijardins clonais. 
 

As condições de temperatura elevada e a alta frequência de irrigação em canaletões em leitos de areia, requeridas para a produção de brotos para estaquia, são também altamente favoráveis à multiplicação de fungos e bactérias fitopatogênicas. Mudas contaminadas e assintomáticas, ao serem plantadas no campo, geralmente começam a morrer a partir de três a cinco meses pós-plantio e, quando não morrem, em geral, não crescem como esperado, devido à infecção vascular.
 

Como a variabilidade genética do eucalipto (Eucalyptus e Corymbia) é relativamente alta, é possível empregar genótipos resistentes às doenças que incidem atualmente na cultura, selecionados por meio de inoculação artificial em condições controladas. 
 

Entretanto a frequência de clones de eucalipto resistentes é relativamente baixa e varia com o patógeno e a origem do material genético. Por exemplo, a proporção de clones resistentes é de 60% para C. fimbriata, 30% para E. psidii e 37% para R. solanacearum. Essa baixa proporção de clones resistentes pode ser atribuída à estreita base genética dos clones comerciais, em que a maioria é de híbridos “urograndis”, originários do cruzamento de poucas matrizes, geneticamente pouco divergentes. 
 

Assim, é fundamental buscar novas fontes de resistência e ampliar a base genética do material plantado nos programas de melhoramento genético. Outras espécies como E. pelllita, E. brassiana, E. longirostrata, E. creba, E. benthamii, E. viminalis e E. dunnii não podem ser esquecidas. Adicionalmente, os híbridos interespecíficos de Corymbia constituem alternativa importante para se obterem clones com madeira de alta densidade e resistentes a doenças.

No entanto, para algumas doenças, como a murcha-de-ralstonia, é possível plantar clones suscetíveis, desde que as mudas sejam livres da bactéria, e o solo não contenha ou contenha baixa quantidade de inóculo, insuficiente para causar doença (“escape pelo local”). Para assegurar a sanidade da muda, o ideal é estabelecer minicepas a partir de mudas produzidas em meios de cultura de tecidos, sem a adição de antibióticos. Outra opção consiste na colheita de brotações de árvores visualmente sadias, cuja ausência do patógeno é confirmada por meio de testes sorológicos (Elisa).
 

Embora as chances de sucesso do plantio de material resistente às murchas bacterianas sejam relativamente mais baixas do que para doenças fúngicas, resultados de inoculação em condições controladas indicaram que há variabilidade quanto ao nível de resistência de clones de Eucalyptus spp., o que evidencia o potencial de seleção de material resistente para plantio comercial.

Ademais, para a murcha-de-ralstonia, o controle biológico desponta-se como alternativa promissora para reduzir a população da bactéria em viveiros. Como exemplo, no Brasil, Streptomyces sp. foi efetivo no controle da murchadeira em batateira-doce, bananeira e tomateiro, enquanto, na China, a aplicação de Pseudomonas fluorescens, do tipo PGPR (rizobactérias), e o uso de bacteriófagos (vírus) apresentaram potencial para o controle de Ralstonia em mudas de eucalipto.        



Morte de árvores de eucalipto por Ceratocystis fimbriata (escurecimento radial do lenho) ou pelas bactérias (exsudação de pus), Ralstonia solanacearum ou Erwinia psidii